Informace o autorech Poznámky k článku Autorské právo a licence Vyloučení odpovědnosti
Na tento článek odkazují autoři jiných článků v databázi PubMed Central (PMC).
Abstract
1. Úvod
V pojivové tkáni dásní převládají fibroblasty (5 %) a další buňky jako mastocyty, makrofágy, neutrofilní granulocyty, lymfocyty a plazmocyty přítomné v slizničním vazivu. Extracelulární matrix obsahuje glykosaminoglykany jako je kyselina hyaluronová, dermatan sulfát a heparan sulfát, proteoglykany, glykoproteiny stejně jako vlákna, zejména retikulární, kolagenová, oxytalánové a elastická. Kolagenová vlákna (65 % objemu) zaujímají přední místo ve struktuře zdravých dásní a při určování vývojového stadia onemocnění tkání parodontu [2]. Stupeň ztráty kolagenu je v tomto procesu považován za klíčový marker [3].
Časné známky ztráty kolagenu v perivaskulárním prostoru jsou patrné již v počátečním stadiu gingivitidy (primární léze). Je to dáno tím, že v místě lokalizace buněčného infiltrátu je v této fázi zničeno téměř 70 % kolagenu. Tento proces postihuje především cirkulární a dentogingivální vlákna. Ve vytvořeném ohnisku existuje inverzní vztah mezi počtem zánětlivých buněk a množstvím nepoškozeného kolagenu [1]. Proces začíná apikálně od junkčního epitelu a zasahuje do periodontálního vazu. Působení různých enzymů, jako je kolagenáza a fagocytóza jsou mechanismy vyvolané degradací kolagenu.
Kolagen je základní protein pojivové matrix, který ovlivňuje migraci keratinocytů do poškozených oblastí epidermis nebo epitelu a je důležitou složkou pro rychlé hojení ran a regeneraci tkání. V embryonálním období převažuje v gingiválních tkáních kolagen typu III neboli zárodečný. Po narození je kolagen typu III postupně nahrazován kolagenem typu I, který se stává dominantním. Kolagen typu III však lze nalézt v retikulu, typ V v pericelulární zóně a typ IV v bazálních membránách krevních cév [4]. Vlákna kolagenu typu I se nacházejí v hlubokých vrstvách pojivové tkáně dásní a typ III blíže k povrchu. Molekuly kolagenu různých typů se liší strukturou trojité šroubovice: dva α1 a jeden α2 peptidové řetězce u kolagenu typu I a tři identické α1 řetězce u typu III. V důsledku spojení kolagenových a nekolagenových molekul vznikají fibrily [5]. Kolagen pro výrobu biomateriálů lze získat ze zvířecích a lidských tkání (kadaverický materiál, placenta, amnion) [6] nebo syntetizovat pomocí rekombinantních technik. [7]. Extrakce ze zvířecích tkání se provádí dvěma způsoby: enzymatické štěpení pepsinem a rozpuštění kyselinou, což umožňuje získat dvě různé formy kolagenu: atelokolagen a tropokolagen. Atelokolagen je výhodnější pro komerční použití kvůli antigenním vlastnostem P-determinantu lokalizovaného v telopeptidech [8]. Z tohoto důvodu jsou jak alogenní, tak xenogenní kolagen široce uznávány jako bezpečné biomateriály.
Kolagen je považován za jeden z nejcennějších biomateriálů díky své vynikající biokompatibilitě, nízké antigenicitě a biologické rozložitelnosti. Produkty na bázi kolagenu vyrábějí v různých formách jako tekutiny, gely, membrány a zrněný prášek. Díky tomu je velmi užitečný v medicíně, zejména v tkáňovém inženýrství: obnova ústní sliznice, dásní a kostní tkáně, regenerace a zpevnění pokožky, stejně jako vytvoření nosné konstrukce pro umělé cévy a chlopně. V současné době je dostupný injekční kolagen, který lze využit nejen jako výplň, ale také jako biostimulátor pojivové tkáně. Tato forma kolagenu se tradičně používá ke zlepšení stavu pokožky; podobné výsledky lze však očekávat po kolagenové stimulaci sliznice dutiny ústní, kde je přítomná pojivová tkáň.
Účelem této studie je klinické pozorování stavu gingivální tkáně po injekci atelokolagenu.
Metody
2.1. Design studie a vzorek
2.2. Zpracování statistických údajů
Výsledky
Ve všech 97 studovaných případech gingivální recese byla injekce atelokolagenu podána dvakrát. Zároveň byla ve 37 případech aplikována další, třetí injekce. Statisticky významné změny v gingivální recesi, ztrátě objemu papily a tloušťce dásní byly pozorovány po dvou (Tabulka 1) i třech (Tabulka 2) injekcích kolagenu. Přestože se po každé injekci výška recese snižovala a tloušťka gingivální tkáně se zvětšovala, rozdíl v rozsahu ztráty objemu gingivální papily po druhé a po třetí injekci kolagenu nebyl pozorován (Tabulka 3). Změny byly viditelné při klinickém vyšetření a byly tedy klinicky významné (Obrázek 1 a Obrázek 2).
Otevřít odkaz v novém okně
Obrázek 1Pacient s četnými gingiválními recesemi I. třídy dle Millerovy klasifikace v horním zubním oblouku před (A) a po (B) trojité injekci atelokolagenu.
Otevřít odkaz v novém okně
Obrázek 2Pacient s recesemi I. třídy dle Millerovy klasifikace v horním a dolním zubním oblouku před (A) a po (B) trojité injekci atelokolagenu.
Tabulka 1
Porovnání stavu dásní před a po dvou injekcích kolagenu. Medián (interkvartilní rozmezí, IQR). Hodnota Wilcoxonova testu n = 97.
Otevřít odkaz v novém okně
Tabulka 2
Porovnání stavu dásní před a po třech injekcích kolagenu. Medián (interkvartilní rozmezí, IQR). Hodnota Wilcoxonova testu n = 37.
Otevřít odkaz v novém okně
Tabulka 3
Porovnání stavu dásní po dvou a třech injekcích kolagenu. Medián (interkvartilní rozmezí, IQR). Hodnota Wilcoxonova testu n = 37.
Otevřít odkaz v novém okně
Diskuse
V lékařské praxi je kolagen široce používán pro transport léčiv, proteinů a nanočástic. Navíc je to matrice pro buněčné kultury. Je také považován za vynikající biostimulátor a výplň [9]. Hlavními způsoby aplikace jsou kolagenové membrány a houbičky pro lepší hojení ran [10], protože kolagen má vysokou biokompatibilitu a schopnost tvořit podpůrnou konstrukci pro mladé buňky v okolních tkání. Kolagen splňuje další parametr pro biomateriály používané v klinické praxi, a to rovnováhu mezi stabilitou a rozložitelností.
Kolagen z biomateriálů se rozkládá rychleji než přirozený kolagen v těle a chrání jej před působením matrixové metaloproteinázy. Produkty jeho rozpadu stimulují migraci a proliferaci fibroblastů, vývoj epiteliálních a endoteliálních buněk v cévách a tvorbu granulární tkáně [11]. Je dobře známo, že konstrukce z kolagenu typu I jsou vynikajícím substrátem, jehož adhezivní vlastnosti usnadňují buněčnou proliferaci, migraci a diferenciaci. Kolagenní houbičky se hodně používají v zubní chirurgii díky přirozené biokompatibilitě hemostatických vlastností. Jsou metabolizovatelné a mohou být fyziologicky vstřebány hostitelským organismem bez jakýchkoli vedlejších účinků. Navíc mají pozitivní vliv na srážlivost krve a hojení ran, usnadňují maturaci rány a stabilizují ji, stimulují tvorbu primární krevní sraženiny a fibrinových vazeb [12]. Dalšími formami kolagenu používanými v rámci regeneračních parodontálních zákroků jsou kolagenové membrány nebo 3D matrix, jako je Mucoderm. Stejné klinické výsledky byly pozorovány při použití kolagenové membrány jakožto štěpu při léčbě gingivální recese ve srovnání s použitím pojivového subepiteliálního štěpu (CTG) [13]. Metaanalýza však neodhalila významný rozdíl v hodnotách šířky keratinizované zóny, což je klíčový ukazatel stability gingivální tkáně; zjistili pouze signifikantní nárůst tloušťky gingivy při použití CTG [14]. Předklinické histologické studie prokázaly lepší výsledky (tloušťka měkkých tkání, šířka keratinizované dásně), kdy byla kolagenová terapie v podobě kolagenní matrix, ekvivalentů lidské kůže (dvojvrstvá buněčná terapie, BCT), dermální náhrady získané z lidských fibroblastů (HF-DDS) a acelulární dermální matrix (ADMG) porovnána s kontrolní skupinou [15]. V naší studii byly pozoruhodné výsledky prokázány u injekční formy kolagenu. Již po dvou injekcích došlo k výraznému zlepšení stavu dásní. Zlepšení bylo pozorováno u výšky recese i stavu papil. Výrazně se zvětšila tloušťka gingivální tkáně. Výsledky naší studie však není možné porovnávat a hodnotit, protože v současné době neexistují žádné podobné studie. V naší studii byl použit kolagen, který je vyráběn pro účely estetické medicíny a je charakterizován jako koňský atelokolagen.
V dutině ústní se nachází mastikační sliznice, která má kyprou strukturu a pokrývá tvrdé patro a dáseň přes vazivový podklad a nepřichází do kontaktu s kostí [16,17]. Její biostabilita zabraňuje slepení okrajů rány a podporuje rychlejší migraci buněk [18]. To vede k urychlenému hojení ran na sliznici dutiny ústní. Je zajímavé, že určitý fenotyp gingiválních fibroblastů může také ovlivnit hojení gingivy [19].
Heterogenita fibroblastů je patrná při porovnání stavu sliznice dutiny ústní s připojenou a volnou gingivou a v rámci vzorku odebraného ze stejného místa. Fibroblasty jsou jedním z nejpočetnějších typů stromálních buněk a za normálních okolnosti přetrvávají v klidové fázi. Po poškození tkáně se však aktivují, a to působením sekrece rozpustných buněčných mediátorů a degradované extracelulární matrix [20]. Aktivované fibroblasty podporují regeneraci prostřednictvím produkování a remodelování složek extracelulární matrix a stimulování tvorby granulární tkáně a angiogeneze [21]. Fibroblasty jsou vysoce citlivé především na změny v okolní matrix, růstové faktory a cytokiny a reagují na tyto signály. Kombinace atelokolagenu a fibroblastového růstového faktoru je navíc účinnější při léčbě přetrvávajících kožních lézí s hlubokou ránou [22].
Tato aktivita fibroblastů v reakci na vnější faktory je extrémně důležitá pro stimulaci produkovanou kolagenovými biomateriály. Zvláštní význam pro rozsah syntézy nových kolagenových fibril má poměr různých typů kolagenů v injikovaných biomateriálech. Mezi kolageny typu I, III a V tedy existují významné rozdíly. Další pozorování ukazuje, že rychlost adheze buněk k různým materiálům není stejná. Předpokládá se, že do podpůrné konstrukce z prasečího a koňského kolagenu buňky pronikají hlouběji, a to kvůli rozdílům ve smáčivosti povrchu a velikosti pórů. Navíc při použití hovězího a koňského kolagenu je pozorována nejintenzivnější buněčná proliferace [23].
Podle nejnovějších údajů je koňský kolagen považován za nejbezpečnější, a to díky své volnější struktuře ve srovnání s prasečím. Tato struktura způsobuje nižší koncentraci proteolytických enzymů a v důsledku i imunogenicitu. Úroveň koncentrace různých aminokyselin v kolagenu používaném při zákrocích je velmi podobná. Hladina prolinu a hydroxyprolinu v kuřecích běhákách, hovězí a prasečí kůži a ptačích běhákách se pohybuje v rozmezí 17 až 19 % [24]. Typy kolagenu nalezené u mořských živočichů se liší od kolagenů u savců nižším obsahem hydroxyprolinu a následně nižší teplotou denaturace (25–30 °C) [25]. Vzhledem k nízké tepelné stabilitě mělo použití rybího kolagenu v tkáňovém inženýrství jen omezený úspěch. Nedávno byl ze šupin tilápie izolován nový kolagen typu I s vyšší teplotou tání (37 °C) [24]. Dokonce se předpokládá, že je lepší než kolagen typu I z prasečí kůže, protože je schopen stimulovat lidské mezenchymální kmenové buňky [25]. Ještě důležitější je, že nový typ kolagenu je bezpečný pro intradermální i zevním použití [26]. Další studie ukázala, že prasečí atelokolagen je stejně bezpečný a má stejnou účinnost jako hovězí, ale nevyžaduje provedení kožního testu před aplikací [27].
Atelokolagen je jedním z typů kolagenu, který je získáván v důsledku enzymatického štěpení pepsinem. Tento proces snižuje koncentraci epitopů v telopeptidech, které určují imunogenicitu. Atelokolagen se v regenerativní medicíně používá od 70. let 20. století. Jeho speciální vlastnosti, a to nízká imunogenicita, kapalný stav při 4 °C, pevný stav při 37 °C a silný kladný náboj (pI 9), umožnily použití atelokolagenu jako nosiče záporně nabitých proteinů a nukleových kyselin a rozšířit pole působnosti atelokolagenu na stomatologii a regenerativní medicínu. Porézní kolagen-hydroxyapatitová konstrukce z nanokrystalů hydroxyapatitu a atelokolagenu typu I vystupuje jako nosič kostního morfogenetického proteinu (BMP) při regeneraci kostní tkáně a také jako nosič fibroblastového růstového faktoru-2 (FGF-2) při obnově kosti a chrupavkové tkáně [28]. Atelokolagen v kombinaci se silikonovou membránou a FGF je účinný při opravě bubínku [29,30]. Samotný atelokolagen typu I je kombinovatelný s fenotypem chondrocytů a jako gel slouží nosičem chondrocytů určených k transplantaci [31,32]. Podporuje proliferaci, syntézu matrix a diferenciaci mezenchymálních kmenových buněk [33]. V kombinaci s protinádorovou látkou mitomycinem C inhibuje proliferaci různých dalších buněk, což umožňuje kontrolovat tvorbu jizevnaté tkáně [34]. Byla popsána schopnost atelokolagenové houbičky stimulovat agregaci fibroblastů, jejich proliferaci a tvorbu svazků kolagenových vláken v rozštěpu patra [35]. Atelokolagenem zprostředkované systémové podání miRNA bez chemických modifikací nezpůsobilo žádnou imunostimulaci [36] v mononukleárních buňkách periferní krve (PBMCs) zvířat i lidí [37].
Zajímavé je, že dekorativní kosmetika často obsahuje monomerní formu atelokolagenu, zatímco pro buněčnou konstrukci je výhodnější použít jeho polymerní formu [8].
Tato studie má určitá omezení. Studie byla provedena na malé skupině pacientů a pouze v případech, kdy výška recese nepřesáhla 1 mm. Sledování pokračovalo po dobu 10 týdnů; delší období by přineslo další výhodu. Jde však o první klinickou studii stavu gingivální tkáně po korekci recese gingiválního okraje injekcemi atelokolagenu. Prezentované výsledky jsou součástí klinického pozorování účinků koňského kolagenu na periodontální tkáně.
Závěr
Předpokládá se, že kolagen má příznivý vliv na srážení krve, protože kolagenové fibrily pomáhají krevním destičkám přilnout k povrchu a tím podporují jejich přirozenou agregaci a degranulaci, čímž iniciují tvorbu přirozené destičkové zátky. Díky vztahu mezi kyselinou hyaluronovou, proteiny matrix zubní skloviny a mezibuněčným interakcím hraje kolagen zásadní roli při regulaci fyziologie pokožky a sliznic. Jde o bezpečný a biokompatibilní stimulátor pojivové tkáně, jehož injekce mohou ovlivnit stav dásní v důsledku změny proliferačního potenciálu fibroblastů. Injekční forma atelokolagenu je perspektivním materiálem pro regeneraci a stimulaci měkkých tkání dásní a snižuje počet výkonů a potřebu podpory rekonvalescence v různých chirurgických scénářích. Jde o první klinickou studii stavu gingivální tkáně po korekci recese gingiválního okraje injekcemi atelokolagenu. Všechny případy gingivální recese byly studovány stejným parodontologem za použití stejného protokolu. Limitací této studie je menší skupina pacientů (37), kteří dostali trojnásobnou injekční dávku, ve srovnání se skupinou pacientů (97), kteří dostali dvojitou dávku.
Přínos autorů
M.W.-S.: vývoj koncepce, vývoj designu studie, klinické vyšetření, příprava článku; A.D.-S.: provádění statistických výpočtů a příprava článku; А.C.: provádění klinického vyšetření; T.M.-B.: vývoj koncepce, vývoj designu studie a klinické vyšetření.Financování
Tato studie nebyla financována z externích zdrojů.Střet zájmů
Autoři prohlašují, že nejsou pod vlivem střetu zájmů.Použitá literatura
1. Newman M.G.T., Carranza F.A., Klokkevold P.R. Carranza’s Clinical Periodontology. 11st ed. Elsevier; Amsterdam, The Netherlands: 2011. [Google Scholar]2. Almeida T., Valverde T., Martins-Junior P., Ribeiro H., Kitten G., Carvalhaes L. Morphological and quantitative study of collagen fibers in healthy and diseased human gingival tissues. Rom. J. Morphol. Embryol. 2015;56:33–40. [PubMed] [Google Scholar]
3. Lorencini M., Silva J.A., Almeida C.A., Bruni-Cardoso A., Carvalho H.F., Stach-Machado D.R. A new paradigm in the periodontal disease progression: Gingival connective tissue remodeling with simultaneous collagen degradation and fibers thickening. Tissue Cell. 2009;41:43–50. doi: 10.1016/j.tice.2008.07.001. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
4. Bartold P.M., Walsh L.J., Narayanan A.S. Molecular and cell biology of the gingiva. Periodontology 2000. 2000;24:28–55. doi: 10.1034/j.1600-0757.2000.2240103.x. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
5. Shoulders M.D., Raines R.T. Collagen structure and stability. Annu. Rev. Biochem. 2009;78:929–958. doi: 10.1146/annurev.biochem.77.032207.120833. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
6. Spira M., Liu B., Xu Z., Harrell R., Chahadeh H. Human amnion collagen for soft tissue augmentation--biochemical characterizations and animal observations. J. Biomed. Mater. Res. 1994;28:91–96. doi: 10.1002/jbm.820280112. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
7. Olsen D., Yang C., Bodo M., Chang R., Leigh S., Baez J., Carmichael D., Perälä M., Hämäläinen E.R., Jarvinen M., et al. Recombinant collagen and gelatin for drug delivery. Adv. Drug Deliv. Rev. 2003;55:1547–1567. doi: 10.1016/j.addr.2003.08.008. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
8. Walton R.S., Brand D.D., Czernuszka J.T. Influence of telopeptides, fibrils and crosslinking on physicochemical properties of type I collagen films. J. Mater. Sci. Mater. Med. 2010;21:451–461. doi: 10.1007/s10856-009-3910-2. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
9. Stern R., McPherson M., Longaker M.T. Histologic study of artificial skin used in the treatment of full-thickness thermal injury. J. Burn Care Rehabil. 1990;11:7–13. doi: 10.1097/00004630-199001000-00003. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
10. Lee C.H., Singla A., Lee Y. Biomedical applications of collagen. Int. J. Pharm. 2001;221:1–22. doi: 10.1016/S0378-5173(01)00691-3. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
11. Albini A., Adelmann-Grill B.C. Collagenolytic cleavage products of collagen type I as chemoattractants for human dermal fibroblasts. Eur. J. Cell Biol. 1985;36:104–107. [PubMed] [Google Scholar]
12. Carnio J., Hallmon W.W. A technique for augmenting the palatal connective tissue donor site: Clinical case report and histologic evaluation. Int. J. Periodontics Restor. Dent. 2005;25:257–263. [PubMed] [Google Scholar]
13. Thoma D.S., Jung R.E., Schneider D., Cochran D.L., Ender A., Jones A.A., Görlach C., Uebersax L., Graf-Hausner U., Hämmerle C.H.F. Soft tissue volume augmentation by the use of collagen-based matrices: A volumetric analysis. J. Clin. Periodontol. 2010;37:659–666. doi: 10.1111/j.1600-051X.2010.01581.x. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
14. Atieh M.A., Alsabeeha N., Tawse-Smith A., Payne A.G.T. Xenogeneic collagen matrix for periodontal plastic surgery procedures: A systematic review and meta-analysis. J. Periodontal Res. 2016;51:438–452. doi: 10.1111/jre.12333. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
15. Hammerle C.H., Giannobile W.V. Biology of soft tissue wound healing and regeneration--consensus report of Group 1 of the 10th European Workshop on Periodontology. J. Clin. Periodontol. 2014;41:S1–S5. doi: 10.1111/jcpe.12221. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
16. Chavrier C. The elastic system fibres in healthy human gingiva. Arch. Oral Biol. 1990;35:S223–S225. doi: 10.1016/0003-9969(90)90163-5. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
17. Hsieh P.C., Jin Y.T., Chang C.W., Huang C.-C., Liao S.-C., Yuan K. Elastin in oral connective tissue modulates the keratinization of overlying epithelium. J. Clin. Periodontol. 2010;37:705–711. doi: 10.1111/j.1600-051X.2010.01542.x. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
18. Goktas S., Dmytryk J.J., McFetridge P.S. Biomechanical behavior of oral soft tissues. J. Periodontol. 2011;82:1178–1186. doi: 10.1902/jop.2011.100573. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
19. Schor S.L., Ellis I., Irwin C.R., Banyard J., Seneviratne K., Dolman C., Gilbert A.D., Chisholm D.M. Subpopulations of fetal-like gingival fibroblasts: Characterisation and potential significance for wound healing and the progression of periodontal disease. Oral Dis. 1996;2:155–166. doi: 10.1111/j.1601-0825.1996.tb00217.x. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
20. Lekic P.C., Pender N., McCulloch C.A. Is fibroblast heterogeneity relevant to the health, diseases, and treatments of periodontal tissues? Crit. Rev. Oral Biol. Med. 1997;8:253–268. doi: 10.1177/10454411970080030201. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
21. Nakanishi A., Hakamada A., Isoda K., Mizutani H. Atelocollagen sponge and recombinant basic fibroblast growth factor combination therapy for resistant wounds with deep cavities. J. Dermatol. 2005;32:376–380. doi: 10.1111/j.1346-8138.2005.tb00910.x. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
22. Bohm S., Strauss C., Stoiber S., Kasper C., Charwat V. Impact of Source and Manufacturing of Collagen Matrices on Fibroblast Cell Growth and Platelet Aggregation. Materials. 2017;10:1086. doi: 10.3390/ma10091086. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
23. Lin Y.K., Liu D.C. Comparison of physical–chemical properties of type I collagen from different species. Food Chem. 2006;99:244–251. doi: 10.1016/j.foodchem.2005.06.053. [CrossRef] [Google Scholar]
24. Tang J., Saito T. Biocompatibility of Novel Type I Collagen Purified from Tilapia Fish Scale: An In Vitro Comparative Study. BioMed Res. Int. 2015;2015:139476. doi: 10.1155/2015/139476. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
25. Matsumoto R., Uemura T., Xu Z., Yamaguchi I., Ikoma T., Tanaka J. Rapid oriented fibril formation of fish scale collagen facilitates early osteoblastic differentiation of human mesenchymal stem cells. J. Biomed. Mater. Res. A. 2015;103:2531–2539. doi: 10.1002/jbm.a.35387. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
26. Yamamoto K., Igawa K., Sugimoto K., Yoshizawa Y., Yanagiguchi K., Ikeda T., Yamada S., Hayashi Y. Biological safety of fish (tilapia) collagen. BioMed Res. Int. 2014;2014:630757. doi: 10.1155/2014/630757. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
27. Moon S.H., Lee Y.J., Rhie J.W., Suh D.-S., Oh D.Y., Lee J.-H., Kim Y.-J., Kim S.-M., Jun Y.-J. Comparative study of the effectiveness and safety of porcine and bovine atelocollagen in Asian nasolabial fold correction. J. Plast. Surg. Hand Surg. 2015;49:147–152. doi: 10.3109/2000656X.2014.964725. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
28. Maehara H., Sotome S., Yoshii T., Torigoe I., Kawasaki Y., Sugata Y., Yuasa M., Hirano M., Mochizuki N., Kikuchi M., et al. Repair of large osteochondral defects in rabbits using porous hydroxyapatite/collagen (HAp/Col) and fibroblast growth factor-2 (FGF-2) J. Orthop. Res. 2010;28:677–686. doi: 10.1002/jor.21032. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
29. Hakuba N., Taniguchi M., Shimizu Y., Sugimoto A., Shinomori Y., Gyo K. A new method for closing tympanic membrane perforations using basic fibroblast growth factor. Laryngoscope. 2003;113:1352–1355. doi: 10.1097/00005537-200308000-00016. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
30. Hakuba N., Hato N., Okada M., Mise K., Gyo K. Preoperative factors affecting tympanic membrane regeneration therapy using an atelocollagen and basic fibroblast growth factor. JAMA Otolaryngol. Head Neck Surg. 2015;141:60–66. doi: 10.1001/jamaoto.2014.2613. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
31. Uchio Y., Ochi M., Matsusaki M., Kurioka H., Katsube K. Human chondrocyte proliferation and matrix synthesis cultured in Atelocollagen gel. J. Biomed. Mater. Res. 2000;50:138–143. doi: 10.1002/(SICI)1097-4636(200005)50:2<138::AID-JBM7>3.0.CO;2-K. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
32. Katsube K., Ochi M., Uchio Y., Maniwa S., Matsusaki M., Tobita M., Iwasa J. Repair of articular cartilage defects with cultured chondrocytes in Atelocollagen gel. Comparison with cultured chondrocytes in suspension. Arch. Orthop. Trauma Surg. 2000;120:121–127. doi: 10.1007/PL00021232. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
33. Sakai D., Mochida J., Yamamoto Y., Nomura T., Okuma M., Nishimura K., Nakai T., Ando K., Hotta T. Transplantation of mesenchymal stem cells embedded in Atelocollagen gel to the intervertebral disc: A potential therapeutic model for disc degeneration. Biomaterials. 2003;24:3531–3541. doi: 10.1016/S0142-9612(03)00222-9. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
34. Nambu M., Ishihara M., Nakamura S., Mizuno H., Yanagibayashi S., Kanatani Y., Hattori H., Takase B., Ishizuka T., Kishimoto S., et al. Enhanced healing of mitomycin C-treated wounds in rats using inbred adipose tissue-derived stromal cells within an atelocollagen matrix. Wound Repair Regen. 2007;15:505–510. doi: 10.1111/j.1524-475X.2007.00258.x. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
35. Fujioka M., Fujii T. Maxillary growth following atelocollagen implantation on mucoperiosteal denudation of the palatal process in young rabbits: Implications for clinical cleft palate repair. Cleft Palate Craniofacial J. 1997;34:297–308. doi: 10.1597/1545-1569_1997_034_0297_mgfaio_2.3.co_2. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
36. Kawai N., Hirasaka K., Maeda T., Haruna M., Shiota C., Ochi A., Abe T., Kohno S., Ohno A., Teshima-Kondo S., et al. Prevention of skeletal muscle atrophy in vitro using anti-ubiquitination oligopeptide carried by atelocollagen. Biochim. Biophys. Acta. 2015;1853:873–880. doi: 10.1016/j.bbamcr.2015.01.024. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
37. Inaba S., Nagahara S., Makita N., Tarumi Y., Ishimoto T., Matsuo S., Kadomatsu K., Takei Y. Atelocollagen-mediated systemic delivery prevents immunostimulatory adverse effects of siRNA in mammals. Mol. Ther. 2012;20:356–366. doi: 10.1038/mt.2011.221. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
